Инсулиновая гипогликемия и метаболизм мозга

• Автор: Телушкин, Павел Константинович
• Шифр специальности: 03.00.13
• Научная степень: Докторская
• Год защиты: 2009
• Место защиты: Санкт-Петербург
• Количество страниц: 285 с. : ил.

1. ОБЩИЕ МЕТОДИЧЕСКИЕ ПРИЕМЫ, ИСПОЛЬЗОВАННЫЕ В РАБОТЕ

1.1. Выбор объекта исследования

1.2. Обоснование используемых методов исследования и постановка серий экспериментов.

1.3. Общие приемы, используемые для решения поставленных задач.

1.3.1. Организация и условия проведения эксперимента.

1.3.2. Выделение митохондрий.

1.3.3. Определение активности ферментов

1.3.4. Определение содержания субстратов.

1.3.5. Использованное оборудование.

1.3.6. Статистическая обработка данных.

2. ОБЩИЕ ПОКАЗАТЕЛИ ЭНЕРГЕТИЧЕСКОГО И АЗОТИСТОГО ОБМЕНА У КРЫС И ПОКАЗАТЕЛИ ЭНЕРГЕТИЧЕСКОГО ОБМЕНА В МОЗГЕ КРЫС ПРИ ИНСУЛИНОВОЙ ГИПОГЛИКЕМИИ
2.1. Общие показатели энергетического и азотистого обмена у крыс при инсулиновой гипогликемии.
2. 1. 1. Гипогликемия .
2. 1.2. Глюкосенсорные нейроны и роль нервной системы в регуляции
гликемии.
2. 1.3. Симптоматика гипогликемии
2. 1.4. Ослабление симиатоадреналового ответа при повторных
гипогликемиях
2. 1.5. Особенности методики исследования
2. 1.6. Результаты исследования
2. 1. 7. Обсуждение полученных результатов.
2.2. Показатели энергетического обмена в мозге крыс при инсулиновой
гипогликемии.
2. 2. 1. Литературная предпосылка.
2.2.1.1. Инсулин и мозг.
2.2.1.2. Гематоэнцефалический барьер и транспорт глюкозы в мозг .
2.2.1.3. Изменения электрофизиологических показателей, потребления кислорода и мозгового кровотока при гипогликемии
2.2.1.4. Некоторые особенности обмена глюкозы в мозге
2.2.2. Эксперименты с однократной гипогликемией.
2.2.2.1. Уровень субстратов энергетического обмена в мозге крыс при гипогликемии и в ранние сроки восстановительного периода
2.2.2.2. Активность ферментов энергетического обмена в мозге крыс при
инсулиновой гипогликемии и в раннем восстановительном периоде
2.2.2.3. Обсуждение полученных результатов
2.2.3. Эксперименты с неоднократной гипогликемией.
2.2.3.1. Интенсивность гликолиза и гликогенолиза в мозге крыс при гипогликемии
2.2.3.2. Активность ферментов энергетического обмена в мозге крыс при
гипогликемии
2.2.3.3. Обсуждение полученных результатов
3. ГЛУТАМАТ, АСПАРТАТ, ГАМК, АЛАНИН И СВЯЗАННЫЕ С НИМИ РЕАКЦИИ В МОЗГЕ КРЫС ПРИ ИНСУЛИНОВОЙ ГИПОГЛИКЕМИИ.
3.1. Литературная предпосылка.
3.1.1. Повреждение нейронов при гипогликемии зависимость от локализации в мозге.
3.1.2. Эксайтотоксичность и организация глутаматэргических нейронных цепей
3.1.3. Рецепторы глугамата и гибель нейрона
3.1.4. Обмен аминокислот между нейронами и астроглией
3.2. Особенности методики исследования.
3.3. Эксперименты с однократной гипогликемией
3.3.1. Изменения уровня аминокислот в мозге
3.3.2. Активность ферментов ГАМК шунта в мозге
3.4. Эксперименты с неоднократной гипогликемией
3.4.1. Изменения уровня аминокислот в мозге
3.4.2. Активность ферментов азотистого обмена в мозге
3.5. Обсуждение полученных результатов.
4. ПЕРЕКИСНОЕ ОКИСЛЕНИЕ ЛИПИДОВ В МОЗГЕ КРЫС ПРИ ИНСУЛИНОВОЙ ГИПОГЛИКЕМИИ.
4.1. Литературная предпосылка
4.1.1. Окислительное повреждение мозга повреждение клеток мозга кислородом.
4.1.2. Факторы, способствующие окислительному повреждению мозга
4.1.2.1. Моноаминооксидаза.
4.1.3. Защита мозга от окислительного повреждения
4.1.3.1. Реакции образования восстановленной формы никотинамидадениндинуклеотидфосфата в мозге.
4.2. Особенности методики исследования.
4.3. Эксперименты с однократной гипогликемией
4.4. Эксперименты с неоднократной гипогликемией
4.5. Обсуждение полученных результатов.
4.6. Эксперименты с гипогликемией у животных с аллоксановым сахарным
диабетом.
ОБЩЕЕ ЗАКЛЮЧЕНИЕ.
ВЫВОДЫ.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ


Инкубационная среда в конечном объеме 4. М К 1Ма фосфатного буфера, 7. М раствора феназинмегосульфата, 0. М раствора 2,6 дихлорфенолиндофенола, 0. М раствора цианида натрия и 0. М раствора соответственно сукцината натрия, нейтрализованной акетоглутаровой кислоты или пирувата натрия. При определении активности дегидрогеназы восстановленной формы никотинамидадениндинуклеотида КФ 1. Ник, нкубационная среда в конечном объеме 4. М К Ыа фосфатного буфера, 7. М раствора 2,6 дихлорфенолиндофенола, 0. М раствора цианида натрия и 0. М НАДН. Изменения оптической плотности регистрировали при длине волны 0 нм через каждые с в течение 2 мин. В ряде экспериментов активность пируватдегидрогеназы измеряли с феррицианидом калия ОиЫег, . Среда инкубации содержала Кфосфатный буфер, 7. Пробу объемом 3. С, после чего добавляли 0. М КзРеСЫб конечная концентрация 4. С. Реакцию останавливали добавлением ТХУ и после центрифугирования регистрировали изменение оптической плотности при длине волны 0 нм. Контролем служили пробы, содержащие все ингредиенты, кроме пирувата натрия. Активность ферментов выражали в нмоль субстрата мин1 мг белка1, учитывая, что количество восстановленного красителя акцептора электронов эквимолярно количеству окисленного субстрата. Коэффициент молярной экстинкции 2,6дихлорфенолиндофенола при длине волны 0 нм принимали равным 0 М см1 и коэффициент молярной экстинкции К3ТеСМ6 при длине волны 0 нм 1 0 М1 см1 Досон и соавт. Для определения интенсивности гликолиза использовали цитоплазматическую фракцию, полученную при центрифугировании гомогената нервной ткани 0. М КС1, 0. М трисНС1, 7. Панин с соавт. Кфосфатного буфера, 7. М НАД и один из трех субстратов глюкоза мМ, глюкозо6фосфат мМ, гликоген 1 мг на 1 мл пробы. Общий объем пробы 2. Содержание белка супернатанта в пробе мг. Время инкубации мин при С. Количество лактата определяли энзиматически Прохорова, . Активность АТФаз определяли но скорости образования в ходе реакции мин, С неорганического фосфата Р3. Состав инкубационной смеси 0 ммоль I 0. I 0. I2 0. НС1 7. Н 0. АТФ 0. Общую АТФазную активность исследовали, внося в пробу все перечисленные выше ингредиенты. Активность АТФазы оценивали в пробах без или К. Активность Ыа,КАТФазы рассчитывали но
разнице между общей и АТФазной активностями количество неорганического фосфата определяли с малахитовым зеленым Филиппов, . Содержание белка в пробах во всех случаях определяли методом . Для определения количества субстратов мозг фиксировали в жидком азоте. С момента декапитации животного до помещения мозга в жидкий азот проходило не более с . Все манипуляции проводили в рефрижераторной комнате при С. Пробы центрифугировали при 3 0 в течение мин, надосадочную жидкость использовали для анализа. Содержание цитрата определяли пентабромацетоновым методом . Полученные результаты хорошо согласуются с литературными данными , i, 7. Количество пирувата, акетоглутарата, лактата и глутамата определяли энзиматически Прохорова, . Рассчитывая коэффициент восстановленносги пиридиновых нуклеотидов в нервной ткани экспериментальных животных константы равновесия лактатдегидрогеназной i и глутамагдегидрогеназной Кг реакций принимали равными соответственно 1. М и 3. М , V, Прохорова, . Методы исследования содержания субстратов в крови, субстратов и активности ферментов ГАМКшунта и ферментов азотистого обмена, перекисного окисления липидов и активности моноаминооксидазы описаны в соответствующих главах работы. Рефрижераторная комната, дистиллятор, метр, центрифуги ОПн 8 и Т , фотоэлектроколориметры и спектрофотометр СФ. Статистическую обработку полученных данных проводили с использованием X критерия Стьюдента после вычисления средней арифметической ряда М, среднего квадратичного отклонения ст и средней ошибки средней арифметической т. Также использовался непараметрический критерий ВилкоксонаМаннаУитни. Достоверными считали те результаты, для которых Р0 Исходные числовые данные обработаны в пакете статистических программ ВеэР, 5. Для математической обработки использовали 1ВМ РС1У.