Образование и локализация фенольных соединений в растениях тисса (Taxus baccata L., Taxus canadensis Marsh.) и в инициированных из них каллусных культурах

• Автор: Зайцева, Светлана Михайловна
• Шифр специальности: 03.00.23, 03.00.12
• Научная степень: Кандидатская
• Год защиты: 2007
• Место защиты: Москва
• Количество страниц: 144 с. : ил.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1.1. Фенольные соединения
1.1.1. Структура фенольных соединений
1.1.2. Биосинтез фенольных соединений
1.1.3. Функции фенольных соединений
1.2. Особенности образования и локализации фенольных соединений в тканях и клетках растений
1.2.1. Образование фенольных соединений
1.2.2. Локализация фенольных соединений
1.3. Клеточные культуры растений и возможности их использования для изучения фенольного метаболизма
1.3.1. Способность клеточных культур растений к синтезу фенольных соединений
1.3.2. Регуляция синтеза фенольных соединений в клеточных культурах растений
1.4. Растения и каллусные культуры тисса и их способность к образованию вторичных соединений
1.4.1. Ботаническое описание рода Taxus
1.4.2. Образование вторичных соединений в растениях тисса
1.4.3. Способность клеточных культур тисса к синтезу вторичных соединений
ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
2.1. Объекты исследования
2.2. Инициация каллусных культур и условия культивирования
2.3. Определение содержания суммы растворимых фенольных соединений, флаванов, флавонолов, проантоцианидинов и лигнина
2.4. Определение активности L-фенилаланинаммиак-лиазы
2.5. Определение содержания хлорофилла

2.6. Определение содержания свободных аминокислот
2.7. Изучение комплекса фенольных соединений
2.8. Определение тканевой и внутриклеточной локализации фенольных соединений 51 ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
3.1 Содержание и состав фенольных соединений различных органов тисса ягодного (Taxus baccata L.) и тисса канадского
(Taxus canadensis Marsh.)
3.1.1. Содержание фенольных соединений в различных органах тисса
3.1.2. Состав фенольных соединений различных органов тиса
3.1.3 Сравнение состава фенольных соединений побегов тисса ягодного
и тисса канадского
3.2 Особенности фенольного метаболизма растений тисса ягодного
и тисса канадского
3.2.1 Рост побегов тисса ягодного и тисса канадского и содержание в
них хлорофилла
3.2.2. Изменения в образовании различных соединений фенольной природы во время вегетации побегов тисса
3.2.3. Изменение активности L-фенилаланинаммиак-лиазы во время вегетации побегов тисса
3.3. Локализация фенольных соединений в различных органах
растений тисса
3.3.1. Локализация фенольных соединений в корнях тисса
3.3.2. Локализация фенольных соединений в стеблях тисса
3.3.3. Локализация фенольных соединений в хвое тисса
3.4. Образование фенольных соединений в каллусных культурах тисса ягодного и тисса канадского
3.4.1 .Инициация и рост каллусов тисса ягодного и тисса канадского
3.4.2. Образование фенольных соединений в каллусных культурах
тисса ягодного и тисса канадского
3.4.3. Фенольный комплекс каллусных культур тисса ягодного и
тисса канадского
3.4.4. Активность L-фенилаланинаммиак-лиазы в каллусных
культурах тисса
5.5. Локализация фенольных соединений в каллусных клетках тисса ягодного и тисса канадского в условиях in vitro
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
ВЫВОДЫ
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

фенилаланина по поглощению при 290 нм (Zucker, 1965). Реакционная смесь содержала 0,1 М натрий-боратный буфер (pH 8,8), 0,01 М Z-фенилаланина и ферментный препарат (60 мкг белка/мл) в общем объеме 2 мл. В случае каллусных культур измерения проводили на спектрофотометре VSU-2P (ГДР) после предварительного инкубирования реакционной смеси в течение 60 мин при 37С. При работе с интактными растениями реакцию превращения L-фенилаланина в транс-коричную кислоту останавливали добавлением 0,5 мл 1н трихлоруксусной кислоты. Выпавший осадок через 5 мин отделяли центрифугированием (3000 об/мин., 10 мин) и определяли оптическую плотность раствора по поглощению при 290 нм. Калибровочную кривую строили по коричной кислоте.
Активность ФАЛ выражали в мкг транс-коричной кислоты на 1мг белка за 1 час. ■
Содержание белка определяли по методу Бредфорд (Bradford, 1976).
2.5. ОПРЕДЕЛЕНИЕ СОДЕРЖАНИЯ ХЛОРОФИЛЛА
Содержание хлорофилла а и b определяли спектрофотометрическим методом (поглощение при 665 и 649 нм, соответственно) в объединенных экстрактах, полученных после извлечения растительного материала 96%-ным этанолом, с использованием коэффициентов, найденных Смитом и Бенитезом (Шлык, 1971).
2.6. ОПРЕДЕЛЕНИЕ СОДЕРЖАНИЯ СВОБОДНЫХ АМИНОКИСЛОТ
Растительный материал экстригировали 96%-ным этанолом. Этанольные экстракты фильтровали и упаривали досуха. Сухой остаток растворяли в 1мл стартового буфера (pH 2,2). Измерения проводили на аминокислотном анализаторе (ААА-339М, “Kovo” Чехия) (Тимощенко и др, 1980).